deney etiketine sahip kayıtlar gösteriliyor. Tüm kayıtları göster
deney etiketine sahip kayıtlar gösteriliyor. Tüm kayıtları göster

14 Ocak 2019 Pazartesi

Poliakrilamid Jel Elektroforezi


Elektroforez elektrik alan kullanarak nükleik asit ve proteinleri porlu yapıya sahip bir jelde ayıran ve böylece onları analiz etmemizi sağlayan bir methoddur. http://aboutmolecularbiology.blogspot.com/2017/06/agaroz-jel-elektroforezi.html adlı yazıda anlatıldığı gibi nükleik asitleri analiz etmek için agardan yapılan bir jelin kullanıldığı agaroz jel elektroforezi kullanılır. Proteinleri analiz etmek için ise bu yazıda anlatılacak olan poliakrilamid jel elektroforezi kullanılır.

Öncelikle agaroz jel elektroforezinden en büyük fark olarak poliakrilamid jel elektroforezinde proteinler agaroz jel yerine akrilamid ve bisakrilamid adlı alt birimlerden oluşan poliakrilamid jelde  hareket ederler. Poliakrilamid jelin agaroz jelden farklılıklarından bir tanesi daha küçük porlar içermesidir. Böylece poliakrilamid jel aracılığıyla daha küçük maddeler ayrıştırılabilir.

Poliakrilamid jelin oluşturulması için öncelikle akrilamid ve bisakrilamid ( Burada akrilamid ve bisakrilamidin oranları oldukça önemli. Örneğin, eğer proteinler ayrıştırılacaksa 40:1 (akrilamid:bisakrilamid), nükleik asitler ayrıştırılacaksa 19:1 oranı kullanılmalıdır.) uygun bir tampon solüsyonla birlikte bir tübe konulur ve polimerizasyonlarını sağlamak amacıyla APS ve TEMED eklenir. Ayrıca belirtilmelidir ki akrilamid hem bir nörotoksin hem de kanserojen madde olduğundan jelin hazırlanışından analizine kadar her adımda gerekli güvenlik önlemleri alınmalıdır.


Agaroz jel elektroforezinin aksine poliakrilamid jel elektroforezinde jel dikey olarak dökülür ve iki temel katmana sahiptir: Yığma jeli ( stacking gel ) ve ayırma jeli ( separating gel ). Yığma jeli jelin üst kısmında bulunur ve pH'ı ayırma jeline göre daha düşüktür, pH= 6.8. Bu sayede yığma jelinde tampon solüsyondan gelen glisin amino asitleri nötr olarak bulunur. [ Konuyla ilgili daha detaylı bilgi edinmek isteyenler amino asitlerin iyonlaşabilen gruplarına bakabilirler. ] ve bu yüzden de + kutuba doğru olan hareketleri çok yavaştır. Onun tam tersine yine tampondan gelen ve negatif yüklü Cl iyonlarının + kutuba doğru olan hareketi çok hızlıdır. Böylece yığma jelinde jele yüklenen proteinler Cl iyonları ile glisin amino asitleri arasında sıkışır. Bu da tüm proteinlerin ayırma jeline aynı anda girmesini sağlar. Kısacası, yığma jelinin görevi herhangi bir ayrışma başlamadan tüm proteinleri aynı çizgide toplamaktır.  Yığma jelinin alt kısmında bulunan ayırma jelinin pH'ı ise 8.8'dir. Bu sayede ayırma jelinde glisin amino asitleri negatif yüklenir ve + kutuba doğru oldukça hızlı bir şekilde hareket ederler. Başka bir deyişle, proteinler artık glisin amino asitleri ve Cl iyonları arasında sıkışmış durumda değildir, hareket etmekte ve ayrışmakta özgürdür.

Agaroz jel elektroforezinde de olduğu gibi porlu bir yapıya sahip olan poliakrilamid jel elektroforezinde proteinlerin hareketleri onların yükleri, şekilleri ve büyüklüklerinden etkilenir. Bu kadar çok değişkenin bir araya gelmesi analiz açısından zor olacağı için proteinler jele yüklenmeden önce SDS ve beta-merkaptoethanol ile bir araya getirilir. SDS negatif yüke sahip bir deterjandır ve [yukarıdaki resimde de görülebileceği gibi] hem proteinin katlanmasında rol oynayan kovalent olmayan bağları bozarak proteinlerin şekillerini bozar, onları lineer bir hale getirir hem de tüm proteinleri negatif yükle yükleyerek hepsinin + kutuba doğru hareket etmesini sağlar. Beta-merkaptoethanol ise indirgeyici bir kimyasaldır. İndirgeyici özelliği sayesinde proteinlerin içerdiği disülfit bağlarını bozar yani SDS ile birlikte proteinlerin lineer bir şekil almasını sağlar. Kısacası, beta-merkaptoethanol ve SDS ile muamale edilen proteinler şekillerini kaybeder, negatif yükle yüklenir ve lineer bir hale gelir. Böylece porlu jelde ne kadar süratle hareket edeceklerini sadece büyüklükleri etkiler.



Buraya kadar özetlemek gerekirse, SDS ve beta-merkaptoethanol ile muamele edilen proteinler yığma ve ayırıcı olarak iki katmana sahip olan jele yüklenip elektrik alana maruz kaldığında proteinler büyüklüklerine bağlı olarak farklı hızlarda + kutuba doğru hareket ederler. Bir başka değişle, proteinler büyüklüklerine göre jelde ayrılır. Ve bu ayrışma şu şekilde olur; küçük olan proteinler daha hızlı hareket edebildiğinden jelin daha alt kısımlarında büyük olan proteinler ise daha yavaş hareket ettiğinden jelin daha üst kısımlarında konumlanır.

Bu aşamadan sonra yapılması gereken tek şey proteinleri jelde görünür kılmak ve büyüklüklerini belirlemektir. Proteinleri jelde görünür kılmak için uygulanan 2 temel method vardır; Gümüş nitrat boyama ve coomassie blue boyasıyla boyama. Günümüzde gümüş nitrat boyama hem pahalı olması hem de fazla uğraştırıcı olması sebebiyle laboratuvarlarda çok fazla kullanılmamaktır. Bu tekniğin tek avantajı çok hassas olması yani coomassie blue boyasıyla tespit edilemeyecek proteinleri jelde tespit edebilmesidir. [ Yukarıdaki resim: Gümüş nitrat boyama tekniğiyle boyanan bir jel ]

Coomassie blue boyası lizin ve arjinin başta olmak üzere amino asitlere bağlanır ve mavi renkte bir ışık yayar. Her protein belli bir oranda lizin ve arjinin  içerdiğinden dolayı jelin üzerine coomassie blue boyası döküldüğünde ve gerekli yıkamalar yapıldığında boya jelde sadece proteinlerin olduğu yerlerde konumlanır. Böylece de boyamanın ardından yukarıda da görüldüğü gibi protein içeren bantlar mavi renginde görülür. Ayrıca yayılan mavi ışığın şiddeti bandın içerdiği protein miktarına bağlı olduğundan coomassie blue boyasıyla proteinlerin konsantrasyonları tahmin edilebilir, dahası bradford assay methoduyla protein konsantrasyonu belirlenebilir.

Son olarak, tüm bu ayırma işlemlerinden sonra proteinlerin büyüklüğünü belirleyebilmek için jele yükleme yaparken büyüklüğü bilinen proteinler yani protein marker'ı da yüklenmelidir. Böylece yürütme işlemi bittikten sonra büyüklüğü bilinen proteinlerin bantlarıyla bilinmeyen proteinlerin bantları karşılaştırılarak proteinlerin büyüklüğü / ağırlığı belirlenebilir.

* Günümüzde laboratuvarlarda poliakrilamid jel elektroforezi genellikle daha sonra Western Blotting'de kullanmak üzere yapılır. Umarım başka bir yazıda Western Blot'u da anlatabilirim. Sevgiyle ve bilimle kalın :)

10 Haziran 2017 Cumartesi

Agaroz Jel Elektroforezi

Agaroz jel elektroforezi biyoloji dalında özellikle DNA moleküllerini büyüklük ve konformasyonlarına bağlı olarak ayırmada yaygın kullanılan bir tekniktir.

  1. Agaroz jel elektroforezinin yapım aşamasında ilk olarak agaroz jel hazırlanır. Jel, agaroz ve TAE tamponunun karışımından elde edilir. Agaroz maddesi su yosunu türleri olan Gelidium ve Gracilaria canlılarından elde edilir. TAE tamponunun bu karışımda kullanılmasının nedeni ise elektriği iletebilmesidir. 
  2. Agaroz ve TAE tamponu jel oluştururken agaroz molekülleri arasında kovalent olmayan bağlar oluşur. Bunun sonucunda agaroz molekülleri konsantrasyonlarına bağlı olarak çeşitli büyüklüklerde porlar oluşturmuş olur.
   
    3.Jel oluştuktan sonra tanka(yukarıdaki resimde yeşil renkli olan) yüklenir.

    
4. DNA molekülleri jel üzerindeki kuyucukları yüklenir. Yüklenmeden önce, yükleme solusyonuyla karıştırılır. Yükleme solusyonu DNA moleküllerinin kuyucuklara rahatça çökebilmesi için gliserol ve elektroforez sırasında DNA'ların görüntülenebilmesi için bromofenol mavisi içerir.
5.DNA molekülleri yüklendikten sonra tankta elektrik alanı oluşabilmesi için tank güç ünitesine bağlanır. Elektrik alanı sayesinde jel üzerinde positif yüke sahip anod ve negatif yüke sahip katod kutupları oluşur.
6.DNA yapısındaki fosfat grubundan ötürü negatif yüklüdür. Bu yüzden elektrik alanı oluşur oluşmaz anod kutbuna doğru hareket etmeye başlar.



7.Tüm DNA molekülleri gittikleri yön bakımından eşittir başka bir deyişle hepsi anod kutbuna doğru giderler. Fakat DNA'ların gidiş hızı özellikle boyutlarına- aynı boyutta olan DNA'larda da konformasyonlarına- göre değişir.
  • Yukarıda da bahsedildiği gibi agaroz jel oluşumu sırasında agaroz molekülleri arasında oluşan kovalent olmayan bağlar sonucu porlar oluşur. Bu porlar da küçük olan DNA moleküllerinin daha hızlı, büyük olan DNA moleküllerinin ise daha yavaş hareket etmesine sebep olur.
  • Örneğin,  yukarıdaki resimde daha aşağıda olan yani aynı zaman içerisinde daha çok hareket eden DNA molekülleri diğerlerine oranla daha az nükleotit içerirler yani  boyut olarak daha küçüktürler.
  • Geçen yıllar içerisinde boyutları bilinen DNA parçaları elde edildiğinden dolayı, agaroz jel elektroforezi hem boyutu bilinmeyen DNA molekülüne hem de boyutu bilinen DNA molekülüne( DNA Ladder) yapıldığı zaman, karşılaştırma yapılarak boyutu bilinmeyen DNA'nın boyutu öğrenebilir. Sonuç olarak, agaroz jel elektroforezi sadece DNA moleküllerini boyutlarına göre ayırmakla kalmaz, onlarla ilgili bilgi edinmemize de yardımcı olur.
Agaroz Jel Elektroforezinin Sonucunun Yorumlanması:
  • A şıkkında 1,2 ve 3. kuyucuklarda tek bir bant görülmektedir. Bunun sonucunda söylenebilir ki bu kuyucuklara yüklenen DNA örneklerinde tek bir tip DNA bulunmaktadır. Ayrıca 3 kuyucukta bulunan bant aynı konumda yer aldığı için bu 3 DNA molekülünün boyut olarak birbirlerinin aynısı olduğu söylenebilir.
  • B şıkkındaki 2. ve 3. kuyucuklara bakıldığında, 2.kuyucukta 2 ve 3. kuyucukta 3 adet bant olduğu görülmektedir. Bunun sonuncunda bu kuyucuklara yüklenen DNA örneklerinin saf olmadığı ve birden farklı DNA molekülü içerdiği söylenebilir. Ayrıca en sol kısımda bulunan boyutu bilinen DNA örneğiyle karşılaştırıldığına,1. kuyucuğu yüklenen DNA örneğinin boyutunun 23.130 baz çifti olduğu söylenebilir.





4 Haziran 2017 Pazar

DNA replikasyonu : Bölüm 1

DNA replikasyonu, DNAnın kendi kendini eşleme olayıdır. Bu olay sonucundan 1 adet DNAdan 2 adet DNA elde edilir. DNA replikasyonun temel olarak nasıl gerçekleştirildiği Meselson-Stahl tarafından yapılan bir deney sonucu açığa çıkarılmıştır. Bu deney yapılmadan önce DNA replikasyonunun nasıl gerçekleştiğine dair 3 adet tahmin vardı. Bunlar korunumlu, yarı korunumlu ve parçalı eşleşme modelleriydi.

A şıkkında gördüğümüz model yarı korunumlu model. Bu modele göre, DNA replikasyonu sırasında eski iplik(mavi renkli) yeni ipliğe (kırmızı renkli) şablon oluşturuyor ve bunun sonucunda yeni oluşan DNA eski ve yeni ipliğin bir karışımı oluyor. B şıkkında gördüğümüz model korunumlu model. Bu modele göre, yeni DNA eski DNAdan tamamen bağımsız bir şekilde oluşuyor. Bunun sonucunda da oluşan 2 DNA'dan biri tamamen eski ipliklerden diğeri de tamamen yeni ipliklerden oluşmuş oluyor. C şıkkında gördüğümüz model parçalı model. Bu modele göre replikasyon sırasında eşleşme karışık bir şekilde oluyor. Bunun sonucunda da yeni oluşan DNAların bir kısmı eski iplikten bir kısmı da yeni iplikten oluşmuş oluyor.

Bu modellerden hangisinin doğru olduğunu anlamak için Meselson-Stahl, yukarıdaki resimde gördüğünüz deneyi kurmuştur. Deneyde eski ve yeni oluşan DNA ipliklerini ayırt edebilmek amacıyla, eski DNA'daki azot atomları N15  azot atomlarıyla, yeni DNA'daki ipliği oluşturacak nükleotitlerin azot atomları da N14 azot atomlarıyla işaretlenir. Bu 2 azot atomu ağırlık bakımında birbirinden farklı olduğundan eski ve yeni DNA iplikleri de ağırlık bakımından birbirinden farklı olacaktır.

Deney sonucunda, yukarıdaki resimden de anlaşılacağı üzere, yarı korunumlu modelin doğru model olduğu ve DNA'nın bu modele göre eşlendiği görülmüştür.

Dipnot: Son resimde, conservative model=korunumlu eşlenim modeli
Semiconservative model= yarı korunumlu eşlenim modeli
Dispersive model= parçalı eşlenim modeli

Moleküler Biyoloji ve Hücre Biyolojisi ile İlgili Hafıza Kartları | Memory Cards about Molecular Biology and Cellular Biology 2

Tekrar etmek hem benim uyguladığım ve çok faydalı bulduğum bir teknik hem de bilimsel olarak bir bilginin kalıcı olmasında çok etkili olduğu...